DOI: https://doi.org/10.15587/2519-4798.2018.142525

Структурні особливості багатороздільного м’яза пацієнтів із дегенеративними захворюваннями поперекового відділу хребта

Volodymyr Radchenko, Artem Skidanov, Nataliya Ashukina, Valentyna Maltseva, Zinayda Danyshchuk

Анотація


Мета: на підставі гістологічного та електронномікроскопічного аналізів дослідити структурно-функціональні зміни паравертебральних м’язів пацієнтів із дегенеративними захворюваннями поперекового відділу хребта.

Матеріал і методи: проведено гістологічний та електронно-мікроскопічний аналіз багатороздільних м’язів 49 пацієнтів (27 чоловіків і 22 жінки), які перебували на лікуванні в період із  вересня 2015 року до березня 2018 року. Матеріал отримано під час операцій із приводу дегенеративних захворювань поперекового відділу хребта: нестабільності (9 хворих), спондилолістезу (11), спінального стенозу (9), грижі міжхребцевих дисків поперекового відділу хребта (20).

Результати: встановлені дистрофічні порушення м’язових волокон (нерівномірність товщини, дискоїдний розпад, втрата поперечної смугастості та полігональності, заміщення м’язових волокон жировою тканиною, розростання фіброзної тканини, набряк). Переважання жирової тканини виявлено у 20 % препаратів пацієнтів із грижею міжхребцевого диска, у 22,22 % – із нестабільністю, 36,36 % – із спондилолістезом, 44,44 % – зі стенозом хребтового каналу. Розростання сполучної тканини лише в перимізії визначено в пацієнтів із діагнозом «грижа міжхребцевих дисків», у решти – і в перимізії, і в ендомізії. На ультрамікроскопічному рівні в післяопераційному матеріалі хворих груп «спондилолістез» і «спінальний стеноз», окрім міжміофірилярного набряку та порушення архітектоніки саркомерів, а також структури та розташування мітохондрій, визначено вогнища некрозу міофібрил. Ділянки із нормальним розподілом мітохондрій відмічено лише в групі з діагнозом «грижа між хребцевих дисків». У групі з діагнозом «спінальний стеноз» встановлено порушення ультраструктурної організації венул, що чинить негативний вплив на живлення й, відповідно, функціонування багатороздільного м’яза.

Висновки: найбільші прояви дистрофічних порушень м’язових волокон на тканинному й ультраструктурному рівнях визначено в пацієнтів із діагнозами «спондилолістез» та «спінальний стеноз»


Ключові слова


дегенеративні захворювання; m. multifidus; гістологія; електронна мікроскопія; мітохондрії; поперековий відділ хребта; пацієнти

Повний текст:

PDF

Посилання


Hoy, D., Bain, C., Williams, G., March, L., Brooks, P., Blyth, F. et. al. (2012). A systematic review of the global prevalence of low back pain. Arthritis & Rheumatism, 64 (6), 2028–2037. doi: http://doi.org/10.1002/art.34347

Meucci, R. D., Fassa, A. G., Faria, N. M. X. (2015). Prevalence of chronic low back pain: systematic review. Revista de Saúde Pública, 49. doi: http://doi.org/10.1590/s0034-8910.2015049005874

Da Cruz Fernandes, I. M., Pinto, R. Z., Ferreira, P., Lira, F. S. (2018). Low back pain, obesity, and inflammatory markers: exercise as potential treatment. Journal of Exercise Rehabilitation, 14 (2), 168–174. doi: http://doi.org/10.12965/jer.1836070.035

Crossman, K., Mahon, M., Watson, P. J., Oldham, J. A., Cooper, R. G. (2004). Chronic Low Back Pain-Associated Paraspinal Muscle Dysfunction is not the Result of a Constitutionally Determined “Adverse” Fiber-type Composition. Spine, 29 (6), 628–634. doi: http://doi.org/10.1097/01.brs.0000115133.97216.ec

Radchenko, V. A., Dedukh, N. V., Ashukina, N. A., Skidanov, A. G. (2014). Structural features of paravertebral muscles in normal condition and degenerative diseases of the lumbar spine (literature review). Orthopaedics, Traumatology and Prosthetics, 4, 122–127. doi: http://doi.org/10.15674/0030-598720144122-127

Hultman, G., Nordin, M., Saraste, H., Ohlsen, H. (1993). Body Composition, Endurance, Strength, Cross-sectional Area, and Density of MM Erector Spinae in Men With and Without Low Back Pain. Journal of Spinal Disorders & Techniques, 6 (2), 114–123. doi: http://doi.org/10.1097/00024720-199304000-00004

Cagnie, B., Dhooge, F., Schumacher, C., De Meulemeester, K., Petrovic, M., van Oosterwijck, J., Danneels, L. (2015). Fiber Typing of the Erector Spinae and Multifidus Muscles in Healthy Controls and Back Pain Patients: A Systematic Literature Review. Journal of Manipulative and Physiological Therapeutics, 38 (9), 653–663. doi: http://doi.org/10.1016/j.jmpt.2015.10.004

Käser, L., Mannion, A. F., Rhyner, A., Weber, E., Dvorak, J., Müntener, M. (2001). Active therapy for chronic low back pain: part 2. Effects on paraspinal muscle cross-sectional area, fiber type size, and distribution. Spine, 26 (8), 909–919. doi: http://doi.org/10.1097/00007632-200104150-00014

Mazis, N., Papachristou, D. J., Zouboulis, P., Tyllianakis, M., Scopa, C. D., Megas, P. (2009). The effect of different physical activity levels on muscle fiber size and type distribution of lumbar multifidus. A biopsy study on low back pain patient groups and healthy control subjects. European Journal of Physical and Rehabilitation, 45, 459–467.

Zhao, W.-P., Kawaguchi, Y., Matsui, H., Kanamori, M., Kimura, T. (2000). Histochemistry and Morphology of the Multifidus Muscle in Lumbar Disc Herniation. Spine, 25 (17), 2191–2199. doi: http://doi.org/10.1097/00007632-200009010-00009

Shahidi, B., Parra, C. L., Berry, D. B., Hubbard, J. C., Gombatto, S., Zlomislic, V. et. al. (2017). Contribution of Lumbar Spine Pathology and Age to Paraspinal Muscle Size and Fatty Infiltration. Spine, 42 (8), 616–623. doi: http://doi.org/10.1097/brs.0000000000001848

Radchenko, V. O., Skidanov, A. G., Morozenko, D. V., Zmiyenko, Yu. A., Mischenko, L. P., Nessonova, M. N. (2017). Age related content of different tissues in the lumbar spine paravertebral muscles with degenerative diseases. Orthopaedics, Traumatology and Prosthetics, 1, 80–86. doi: http://doi.org/10.15674/0030-59872017180-86

Ng, J. K.-F., Richardson, C. A., Kippers, V., Parnianpour, M. (1998). Relationship Between Muscle Fiber Composition and Functional Capacity of Back Muscles in Healthy Subjects and Patients With Back Pain. Journal of Orthopaedic & Sports Physical Therapy, 27 (6), 389–402. doi: http://doi.org/10.2519/jospt.1998.27.6.389

Porter, C., Hurren, N. M., Cotter, M. V., Bhattarai, N., Reidy, P. T., Dillon, E. L. et. al. (2015). Mitochondrial respiratory capacity and coupling control decline with age in human skeletal muscle. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism, 309 (3), 224–232. doi: http://doi.org/10.1152/ajpendo.00125.2015

Figueiredo, P. A., Mota, M. P., Appell, H. J., Duarte, J. A. (2008). The role of mitochondria in aging of skeletal muscle. Biogerontology, 9 (2), 67–84. doi: http://doi.org/10.1007/s10522-007-9121-7

Demoulin, C., Crielaard, J.-M., Vanderthommen, M. (2007). Spinal muscle evaluation in healthy individuals and low-back-pain patients: a literature review. Joint Bone Spine, 74 (1), 9–13. doi: http://doi.org/10.1016/j.jbspin.2006.02.013

Distefano, G., Standley, R. A., Zhang, X., Carnero, E. A., Yi, F., Cornnell, H. H., Coen, P. M. (2018). Physical activity unveils the relationship between mitochondrial energetics, muscle quality, and physical function in older adults. Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle, 9 (2), 279–294. doi: http://doi.org/10.1002/jcsm.12272

Eckert, R., Randall, D., Augustine, G. (1991). Animal physiology: Mechanisms and adaptations. Vol. 1. Moscow: Mir, 424.

Korzh, N. A., Prodan, A. I., Barysh, A. E. (2004). Pathogenetic classification of degenerative diseases of the spine. Orthopaedics, Traumatology and Prosthetics, 3, 5–13.

Sarkisov, D. S., Perov Yu. L. (1996). Microcscopic Thecnics. Moscow: Medicicne, 542.

Runion, R. (1982). Handbook on nonparametric statistics: a modern approach. Moscow: Finansy i statistuka, 198.

Sheldon, M. R. (2010). Introductory statistics. Elsevier Academic Press, 841.

Weakley, B. (1975). Electron microscopy for beginners. Moscow: Mir, 328.

Aparicio, S. R., Marsden, P. (1969). A rapid methylene blue-basic fuchsin stain for semi-thin sections of peripheral nerve and other tissues. Journal of Microscopy, 89 (1), 139–141. doi: http://doi.org/10.1111/j.1365-2818.1969.tb00659.x

Reynolds, E. S. (1963). The use of lead citrate at high ph as an electron-opaque stain in electron microscopy. The Journal of Cell Biology, 17 (1), 208–212. doi: http://doi.org/10.1083/jcb.17.1.208

Yoshihara, K., Shirai, Y., Nakayama, Y., Uesaka, S. (2001). Histochemical Changes in the Multifidus Muscle in Patients With Lumbar Intervertebral Disc Herniation. Spine, 26 (6), 622–626. doi: http://doi.org/10.1097/00007632-200103150-00012

Bosma, M. (2016). Lipid droplet dynamics in skeletal muscle. Experimental Cell Research, 340 (2), 180–186. doi: http://doi.org/10.1016/j.yexcr.2015.10.023

Picard, M., White, K., Turnbull, D. M. (2013). Mitochondrial morphology, topology, and membrane interactions in skeletal muscle: a quantitative three-dimensional electron microscopy study. Journal of Applied Physiology, 114 (2), 161–171. doi: http://doi.org/10.1152/japplphysiol.01096.2012

McCarron, J. G., Wilson, C., Sandison, M. E., Olson, M. L., Girkin, J. M., Saunter, C., Chalmers, S. (2013). From Structure to Function: Mitochondrial Morphology, Motion and Shaping in Vascular Smooth Muscle. Journal of Vascular Research, 50 (5), 357–371. doi: http://doi.org/10.1159/000353883

Kawaguchi, Y., Matsui, H., Tsuji, H. (1996). Back muscle injury after posterior lumbar spine surgery. A histologic and enzymatic analysis. Spine, 21 (8), 941–944. doi: http://doi.org/10.1097/00007632-199604150-00007

Leduc-Gaudet, J.-P., Picard, M., Pelletier, F. S.-J., Sgarioto, N., Auger, M.-J., Vallée, J. et. al. (2015). Mitochondrial morphology is altered in atrophied skeletal muscle of aged mice. Oncotarget, 6 (20), 17923–17937. doi: http://doi.org/10.18632/oncotarget.4235

Del Campo, A., Contreras-Hernández, I., Castro-Sepúlveda, M., Campos, C. A., Figueroa, R., Tevy, M. F. et. al. (2018). Muscle function decline and mitochondria changes in middle age precede sarcopenia in mice. Aging, 10 (1), 34–55. doi: http://doi.org/10.18632/aging.101358

Kim, Y., Triolo, M., Hood, D. A. (2017). Impact of Aging and Exercise on Mitochondrial Quality Control in Skeletal Muscle. Oxidative Medicine and Cellular Longevity, 2017, 1–16. doi: http://doi.org/10.1155/2017/3165396

Chen, H., Chan, D. C. (2010). Physiological functions of mitochondrial fusion. Annals of the New York Academy of Sciences, 1201 (1), 21–25. doi: http://doi.org/10.1111/j.1749-6632.2010.05615.x

Ju, J., Jeon, S., Park, J., Lee, J., Lee, S., Cho, K., Jeong, J. (2016). Autophagy plays a role in skeletal muscle mitochondrial biogenesis in an endurance exercise-trained condition. The Journal of Physiological Sciences, 66 (5), 417–430. doi: http://doi.org/10.1007/s12576-016-0440-9

Koltai, E., Hart, N., Taylor, A. W., Goto, S., Ngo, J. K., Davies, K. J. A., Radak, Z. (2012). Age-associated declines in mitochondrial biogenesis and protein quality control factors are minimized by exercise training. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology, 303 (2), 127–134. doi: http://doi.org/10.1152/ajpregu.00337.2011

Kang, C.-H., Chung, E., Diffee, G., Ji, L. L. (2009). Exercise Training Attenuates Aging-associated Reduction In Mitochondrial Biogenesis In Rat Skeletal Muscle. Medicine & Science in Sports & Exercise, 41, 59. doi: http://doi.org/10.1249/01.mss.0000353449.06824.c0


Пристатейна бібліографія ГОСТ


A systematic review of the global prevalence of low back pain / Hoy D. et. al. // Arthritis & Rheumatism. 2012. Vol. 64, Issue 6. P. 2028–2037. doi: http://doi.org/10.1002/art.34347 

Meucci R. D., Fassa A. G., Faria N. M. X. Prevalence of chronic low back pain: systematic review // Revista de Saúde Pública. 2015. Vol. 49. doi: http://doi.org/10.1590/s0034-8910.2015049005874 

Low back pain, obesity, and inflammatory markers: exercise as potential treatment / Da Cruz Fernandes I. M. et. al. // Journal of Exercise Rehabilitation. 2018. Vol. 14, Issue 2. P. 168–174. doi: http://doi.org/10.12965/jer.1836070.035 

Chronic Low Back Pain-Associated Paraspinal Muscle Dysfunction is not the Result of a Constitutionally Determined “Adverse” Fiber-type Composition / Crossman K. et. al. // Spine. 2004. Vol. 29, Issue 6. P. 628–634. doi: http://doi.org/10.1097/01.brs.0000115133.97216.ec 

Структурные особенности паравертебральных мышц в норме и при дегенеративных заболеваниях поясничного отдела позвонгочника (обзор литературы) / Радченко В. А. и др. // Ортопедия, травматология и протезирование. 2014. № 4. С. 122–127. doi: http://doi.org/10.15674/0030-598720144122-127 

Body Composition, Endurance, Strength, Cross-sectional Area, and Density of MM Erector Spinae in Men With and Without Low Back Pain / Hultman G. et. al. // Journal of Spinal Disorders & Techniques. 1993. Vol. 6, Issue 2. P. 114–123. doi: http://doi.org/10.1097/00024720-199304000-00004 

Fiber Typing of the Erector Spinae and Multifidus Muscles in Healthy Controls and Back Pain Patients: A Systematic Literature Review / Cagnie B. et. al. // Journal of Manipulative and Physiological Therapeutics. 2015. Vol. 38, Issue 9. P. 653–663. doi: http://doi.org/10.1016/j.jmpt.2015.10.004 

Active therapy for chronic low back pain: part 2. Effects on paraspinal muscle cross-sectional area, fiber type size, and distribution / Käser L. et. al. // Spine. 2001. Vol. 26, Issue 8. P. 909–919. doi: http://doi.org/10.1097/00007632-200104150-00014 

The effect of different physical activity levels on muscle fiber size and type distribution of lumbar multifidus. A biopsy study on low back pain patient groups and healthy control subjects / Mazis N. et. al. // European Journal of Physical and Rehabilitation. 2009. Vol. 45. P. 459–467.

Histochemistry and Morphology of the Multifidus Muscle in Lumbar Disc Herniation / Zhao W.-P. et. al. // Spine. 2000. Vol. 25, Issue 17. P. 2191–2199. doi: http://doi.org/10.1097/00007632-200009010-00009 

Contribution of Lumbar Spine Pathology and Age to Paraspinal Muscle Size and Fatty Infiltration / Shahidi B. et. al. // Spine. 2017. Vol. 42, Issue 8. P. 616–623. doi: http://doi.org/10.1097/brs.0000000000001848 

Відносний вміст різних тканин у паравертебральних м’язах поперекового відділу хребта за умов дегенеративних захворювань та у здорових залежно від віку / Радченко В. О. та ін. // Ортопедия, травматология и протезирование. 2017. № 1. С. 80–86. DOI: http://doi.org/10.15674/0030-59872017180-86 

Relationship Between Muscle Fiber Composition and Functional Capacity of Back Muscles in Healthy Subjects and Patients With Back Pain / Ng J. K.-F. et. al. // Journal of Orthopaedic & Sports Physical Therapy. 1998. Vol. 27, Issue 6. P. 389–402. doi: http://doi.org/10.2519/jospt.1998.27.6.389 

Mitochondrial respiratory capacity and coupling control decline with age in human skeletal muscle / Porter C. et. al. // American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 2015. Vol. 309, Issue 3. P. 224–232. doi: http://doi.org/10.1152/ajpendo.00125.2015 

The role of mitochondria in aging of skeletal muscle / Figueiredo P. A. et. al. // Biogerontology. 2008. Vol. 9, Issue 2. P. 67–84. doi: http://doi.org/10.1007/s10522-007-9121-7 

Demoulin C., Crielaard J.-M., Vanderthommen M. Spinal muscle evaluation in healthy individuals and low-back-pain patients: a literature review // Joint Bone Spine. 2007. Vol. 74, Issue 1. P. 9–13. doi: http://doi.org/10.1016/j.jbspin.2006.02.013 

Physical activity unveils the relationship between mitochondrial energetics, muscle quality, and physical function in older adults / Distefano G. et. al. // Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle. 2018. Vol. 9, Issue 2. P. 279–294. doi: http://doi.org/10.1002/jcsm.12272 

Эккерт Р., Ренделл Д., Огастін Дж. Физиология животных: механизмы и адаптации. Т. 1: учебник. Москва: Мир, 1991. 424 с.

Корж Н. А., Продан А. И., Барыш А. Е. Патогенетическая классификация дегенеративных заболеваний позвоночника // Ортопедия, травматология и протезирование. 2004. № 3. С. 5–13.

Саркисов Д. С., Перов Ю. Л. Микроскопическая техника. Москва: Медицина, 1996. 542 с.

Рунион Р. Справочник по непараметрической статистике: Современный поход. Москва: Финансы и статистика, 1982. 198 с.

Ross S. M. Introductory statistics. Elsevier Academic Press, 2010. 841 p.

Уикли Б. Электронная микроскопия для начинающих. Москва: Мир, 1975. 328 с.

Aparicio S. R., Marsden P. A rapid methylene blue-basic fuchsin stain for semi-thin sections of peripheral nerve and other tissues // Journal of Microscopy. 1969. Vol. 89, Issue 1. P. 139–141. doi: http://doi.org/10.1111/j.1365-2818.1969.tb00659.x 

Reynolds E. S. The use of lead citrate at high ph as an electron-opaque stain in electron microscopy // The Journal of Cell Biology. 1963. Vol. 17, Issue 1. P. 208–212. doi: http://doi.org/10.1083/jcb.17.1.208 

Histochemical Changes in the Multifidus Muscle in Patients With Lumbar Intervertebral Disc Herniation / Yoshihara K. et. al. // Spine. 2001. Vol. 26, Issue 6. P. 622–626. doi: http://doi.org/10.1097/00007632-200103150-00012 

Bosma M. Lipid droplet dynamics in skeletal muscle // Experimental Cell Research. 2016. Vol. 340, Issue 2. P. 180–186. doi: http://doi.org/10.1016/j.yexcr.2015.10.023 

Picard M., White K., Turnbull D. M. Mitochondrial morphology, topology, and membrane interactions in skeletal muscle: a quantitative three-dimensional electron microscopy study // Journal of Applied Physiology. 2013. Vol. 114, Issue 2. P. 161–171. doi: http://doi.org/10.1152/japplphysiol.01096.2012 

From Structure to Function: Mitochondrial Morphology, Motion and Shaping in Vascular Smooth Muscle / McCarron J. G. et. al. // Journal of Vascular Research. 2013. Vol. 50, Issue 5. P. 357–371. doi: http://doi.org/10.1159/000353883 

Kawaguchi Y., Matsui H., Tsuji H. Back muscle injury after posterior lumbar spine surgery. A histologic and enzymatic analysis // Spine. 1996. Vol. 21, Issue 8. P. 941–944. doi: http://doi.org/10.1097/00007632-199604150-00007 

Mitochondrial morphology is altered in atrophied skeletal muscle of aged mice / Leduc-Gaudet J.-P. et. al. // Oncotarget. 2015. Vol. 6, Issue 20. P. 17923–17937. doi: http://doi.org/10.18632/oncotarget.4235 

Muscle function decline and mitochondria changes in middle age precede sarcopenia in mice / Del Campo A. et. al. // Aging. 2018. Vol. 10, Issue 1. P. 34–55. doi: http://doi.org/10.18632/aging.101358 

Kim Y., Triolo M., Hood D. A. Impact of Aging and Exercise on Mitochondrial Quality Control in Skeletal Muscle // Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2017. Vol. 2017. P. 1–16. doi: http://doi.org/10.1155/2017/3165396 

Chen H., Chan D. C. Physiological functions of mitochondrial fusion // Annals of the New York Academy of Sciences. 2010. Vol. 1201, Issue 1. P. 21–25. doi: http://doi.org/10.1111/j.1749-6632.2010.05615.x 

Autophagy plays a role in skeletal muscle mitochondrial biogenesis in an endurance exercise-trained condition / Ju J. et. al. // The Journal of Physiological Sciences. 2016. Vol. 66, Issue 5. P. 417–430. doi: http://doi.org/10.1007/s12576-016-0440-9 

Age-associated declines in mitochondrial biogenesis and protein quality control factors are minimized by exercise training / Koltai E. et. al. // American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 2012. Vol. 303, Issue 2. P. 127–134. doi: http://doi.org/10.1152/ajpregu.00337.2011 

Exercise Training Attenuates Aging-associated Reduction In Mitochondrial Biogenesis In Rat Skeletal Muscle / Kang C.-H. et. al. // Medicine & Science in Sports & Exercise. 2009. Vol. 41. P. 59. doi: http://doi.org/10.1249/01.mss.0000353449.06824.c0 







Copyright (c) 2018 Volodymyr Radchenko, Artem Skidanov, Nataliya Ashukina, Valentyna Maltseva, Zinayda Danyshchuk

Creative Commons License
Ця робота ліцензована Creative Commons Attribution 4.0 International License.

ISSN 2519-4798 (Online), ISSN 2519-478X (Print)