Особливості різних методів вегетативного розмноження хмелю (Humulus lupulus L.)

Автор(и)

DOI:

https://doi.org/10.33730/2310-4678.3.2025.342533

Ключові слова:

вирощування, кореневища, трав’янисті живці, in vitro, мікророзмноження, здоровий садивний матеріал

Анотація

У статті проведено порівняння різних методів вегетативного розмноження хмелю (Humulus lupulus L.). Традиційно рослина розмножується фрагментами кореневища або трав’янистими стеблами. Найбільшим недоліком цих способів вегетативного розмноження є високі ризики інфікування вірусними хворобами та іншими патогенами. З’ясовано, що найбільша кількість досліджень щодо традиційних методів вирощування саджанців хмелю здійснена такими науковцями: B. H. Howard, L. H. M. Brighenti, M. F. S. Santos, A. Hassanein, E. N. Gomes, M. M. Fagherazzi, J. J. Guimarães, V. B. Sommer, D. Guerreiro, L. Reis, M. P. Machado, J. Miola. За останні кілька років у зв’язку з відновленням галузі хмелярства зріс попит на безвірусний садивний матеріал хмелю завдяки його багатоцільовому використанню. Доведено актуальність біотехнологічних методів, що забезпечують виробництво оздоровленого садивного матеріалу. Створення здорового садивного матеріалу базується на використанні методу культури ізольованих тканин та органів. Основними перевагами мікроклонального розмноження є високий коефіцієнт розмноження, генетична однорідність і фітосанітарна чистота. Біотехнологія розмноження хмелю у світі та в Україні почала інтенсивно розвиватися наприкінці 80-х років. Цим напрямом досліджень у світі займалися S. J. Vine та O. P. Jones, R. Gippert та ін., A. N. Adams, S. Kubo та ін., G. Samyn і W. Welvaert, G. Probasco і S. Winslow, P. Svoboda, J. Farago і M. Nestakova, а в Україні — Б. Ф. Кормільцев, А. А. Клюваденко, М. Д. Мельничук, В. Б. Ковальов, Т. І. Козлик, Н. П. Ратошнюк, Л. В. Проценко та ін. За допомогою меристемної культури рослинного матеріалу в 1996 році B. A. N. Adams та ін. описали успішне знищення латентного віроїда хмелю (HLVd), що є надзвичайно шкодочинним. Встановлено, що при створенні протоколів мікроклонального розмноження хмелю багато дослідників приділяють увагу вивченню впливу регуляторів росту рослин, їхніх концентрацій і різних комбінацій, форм заліза та джерел вуглецю в складі поживних середовищ. Визначено, що на сьогодні відсутній загальнодоступний протокол мікроклонального розмноження хмелю для широкого спектру сортів, оскільки кожний сорт потребує індивідуальних складових поживного середовища. Доведено, що саме методи культури тканин можуть забезпечити широкомасштабне розмноження здорового та генетично однорідного рослинного матеріалу незалежно від пори року.

Посилання

  1. Behre, K. (1998). The history of beer additives in Europe — A review. Vegetation History and Archaeobotany, 8(1), 35–48. doi: 10.1007/BF02042841
  2. Neve, R. A. (1991). Hops. New York: Chapman and Hall.
  3. Rossini, F., Virga, G., Loreti, P., Iacuzzi N., Ruggeri, R., & Provenzano, M. E. (2021). Hops (Humulus lupulus L.) as a novel multipurpose crop for the Mediterranean region of Europe: Challenges and opportunities of their cultivation. Agriculture, 11, 484. doi: 10.3390/agriculture11060484
  4. Roy, A. T., Leggett, G., & Koutoulis, A. (2001). Development of a shoot multiplication system for hop Humulus lupulus L. In Vitro Cellular Developmental Biology-Plant, 37(1), 79–83. doi: 10.1007/s11627-001-0015-0
  5. Almaguer, C., Schönberger, C., Gastl, M., Arendt, E. K., & Becker, T. (2014). Humulus lupulus — A story that begs to be told: A review. Journal of the Institute of Brewing, 120(4), 289–314. doi: 10.1002/jib.160
  6. Gatica-Arias, A., Fagar, M. A., Stanke, M., Matousek, J., Wessjohann, L., & Weber, G. (2012). Flavonoid production in transgenic hop (Humulus lupulus L.) altered by PAP1/MYB75 from Arabidopsis thaliana L. Plant Cell Reports, 31(1), 111–119. doi: 10.1007/s00299-011-1144-5
  7. Horlemann, C., Schwekendiek, A., Hohnle, M., & Weber, G. (2023). Regeneration and Agrobacterium-mediated transformation of hop (Humulus lupulus L.). Plant Cell Reports, 22(3), 210–217. doi: 10.1007/s00299-003-0676-8
  8. Kneen, R. (2003). Small scale & organic hops production manual. Campinas: Unicamp.
  9. Durello, R. S., Silva, L. M., & Bogusz, S. (2019). Química do lúpulo. Quimica Nova, 42(8), 900–919. doi: 10.21577/0100 4042.20170412
  10. Lagos, F. S., Zuffellato-Ribas, K. C., & Deschamps, C. (2022). Vegetative propagation of hops (Humulus lupulus L.): Historical approach and perspectives. Semina: Ciencias Agrarias, 43(3), 1373–1394. doi: 10.5433/1679-0359.2022v43n3p1373
  11. Sommer, V. B., Fagherazzi, M. M., Santos, K. V. T., Fagherazzi, A. F., Muniz, A. T., Pierezan, H. C., & Rufato, L. (2019). Aplicação de diferentes doses de Stimulate® para desenvolvimento radicular e vegetativo em mudas de lúpulo (Humulus lupulus). In Anais do Enbralupulo — Encontro Nacional de pesquisadores e produtores de lúpulo. Botucatu, SP, Brasil, 1.
  12. Fagherazzi, M. M., Santos, M. F., Santos, K. V., Rufato, L., & Moreira, M. A. (2018). Propagação de estacas de lúpulo sob diferentes substratos. Jornada da Pós-Graduação e Pesquisa — Congrega Urcamp, 15, 1400–1409. Retrieved from http://revista.urcamp.tche.br/index.php/rcjpgp/article/view/2914/2023
  13. Machado, M. P., Gomes, E. N., Francisco, F., Bernert, A. F., Bespalhok, J. C., & Deschamps, C. (2018). Micropropagation and establishment of Humulus lupulus L. plantlets under field conditions at Southern Brazil. Journal of Agricultural Science, 10(7), 275–281. doi: 10.5539/jas.v10n7p275
  14. Brighenti, L. H. M., Sautchuck, S., Malohlava, I. T. C., Votre, T. C. G., Felini, V. S., Pinto, F. A. M. F., … Pescador, R. (2023). Vegetative propagation of hops (Humulus lupulus), effect of biostimulants, size and position of cuttings. Revista de Ciências Agroveterinárias, 22(4), 554–562. doi: 10.5965/223811712242023554
  15. Santos, M. F. S. (2019). Aclimatização de microestacas de diferentes cultivares de lúpulo (Humulus lupulus L.) micropropagadas in vitro. In Anais do Simpósio Técnico-Científico da Cultura do Lúpulo e II Seminário Técnico da Aprolúpulo. Botucatu, SP, Brasil.
  16. Iacuzzi, N., Salamone, F., Farruggia, D., Tortorici, N., Vultaggio, L., & Tuttolomondo, T. (2023). Development of a new micropropagation protocol and transfer of in vitro plants to in vivo conditions for Cascade hop. Plants, 12(15), 2877. doi: 10.3390/plants12152877
  17. Hassanein, A. (2013). Factors influencing plant propagation efficiency via stem cuttings. Journal of Horticultural Science & Ornamental Plants, 5(3), 171–176. doi: 10.5829/idosi.jhsop.2013.5.3.1125
  18. Howard, B. H. (1965). Regeneration of the hop plant (Humulus lupulus L.) from softwood cuttings. I. the cutting and its rooting environment. Journal of Horticultural Science, 40(3), 181–191. doi: 10.1080/002 21589.1967.11514198
  19. Howard, B. H., & Sykes, J. T. (1966). Regeneration of the hop plant (Humulus lupulus L.) from softwood cuttings. Journal of Horticultural Science, 41(2), 155–163. doi: 10.1080/00221589.1966.11514164
  20. Gomes, E. N., Machado, M. P., Miola, J., & Deschamps, C. (2018). Leaf area and intermittent misting on hop plants propagation by stem cuttings. Revista Colombiana de Ciências Hortícolas, 12(2), 508–513. doi: 10.17584/rcch.2018v12i2.7652
  21. Guimarães, J. J., Sousa, F. G. G., Sousa, R. L., Román, R. M. S., Sarnighausen, V. C. R., Dal Pai, A., & Rodrigues, S. A. (2019). Avaliação quantitativa da produção de mudas de lúpulo Cascade por estaquia e compostos orgânicos. In Anais do Enbralupulo — Encontro Nacional de Pesquisadores e Produtores de Lúpulo. Botucatu, SP, Brasil, 1.
  22. Guerreiro, D., & Reis, L. A. (2019). Avaliação da propagação de estacas de lúpulo (Humulus lupulus L.) submetidas à diferentes tipos de reguladores de crescimento. In Anais do Enbralupulo — Encontro Nacional de Pesquisadores e Produtores de Lúpulo. Botucatu, SP, Brasil, 1.
  23. Liberatore, C. M., Rodolfi, M., Beghè, D., Fabri, A., Ganino, T., & Chiancone, B. (2020). Adventitious shoot organogenesis and encapsulation technology in hop (Humulus lupulus L.). Scientia Horticulturae, 270(1), 1–8. doi: 10.1016/j.scienta.2020.109416
  24. Boyko, A. L., Lytvynov, G. S., Kondratyuk, E. A., Romashev, S. A., & Muzh, G. V. et al. (1983). Viruses and viral diseases of hops, methods of combating them. Hop growing, 12, 31–35.
  25. Kliuvadenko, A. A. (2010). The peculiarities of clonal micropropagation, direct adaptation and processing of perspective sorts of hop (Humulus lupulus L.). (Candidate dissertation, National University of Life and Environmental Sciences of Ukraine, Kyiv, Ukraine).
  26. Kliuvadenko, A. A., & Melnychuk, M. D. (2007). Peculiarities of clonal micropropagation of hops (Humulus lupulus L.) on a virus-free basis. Scientific Bulletin of Uzhgorod University, 21, 218–224.
  27. Kormiltsev, B. F., Boyko, A. L., & Gorshkova, L. T. (1992). Using the method of apical meristem culture for the treatment of hops from some viruses. Hop Growing, 14, 20–23.
  28. Melnychuk, M. D. (1998). The problem of Karlavirus infection of hops in Ukraine. Scientific Bulletin of the National Agrarian University, 4, 28–33.
  29. Melnychuk, M. D., Kliuvadenko, A. A., & Davydenko, O. A. (2000). Obtaining virus-free planting material of hops (Humulus lupulus L.) in vitro. Scientific Bulletin of the National Academy of Sciences, 29, 47–52.
  30. Melnychuk, M. D., Kripkyi, O. E., & Boyko A. L. (1996). Biotechnological process of obtaining hop plants on a virus-free basis. Reports of the NAS of Ukraine, 9, 139–141.
  31. Adams, A. N. (1975). Elimination of viruses from the hop (Humulus lupulus) by heat and meristem culture. Journal of Horticultural Science, 50, 151–160. doi: 10.1080/00221589.1975.11514616
  32. Adams, B. A. N., Barbara, D. J., Morton, A., & Darby, P. (1996). The experimental transmission of hop latent viroid and its elimination by low temperature treatment and meristem culture. Annals of Applied Biology, 128(1), 37–44. doi: 10.1111/j.1744-7348.1996.tb07087.x
  33. Morel, G., & Martin, C. (1952). Gu ́erison de dahlias atteints d’une maladie `a virus. Comptes Rendus de l’Academie des Sciences, 235, 1324–1325.
  34. Hataya, T., Arimoto, R., Suda, N., & Uyeda, I. (2001). Molecular characterization of Hop mosaic virus: its serological and molecular relationships to Hop latent virus. Archives of Virology, 146, 1935–1948. doi: 10.1007/s007050170043
  35. Pasa, M. D. S., Carvalho, G. L., Schuch, M. W., Schmitz, J. D., Torchelsen, M. M., Nickel, G. K., & Camargo, S. S. (2012). Qualidade de luz e fitorreguladores na multiplicação e enraizamento in vitro da amoreira-preta 'Xavante'. Ciência Rural, 42(8), 1392–1396. doi: 10.1590/S0103-84782012000800010
  36. Samyn, G., & Welvaert, W. (1983). Producing a “nuclear stock” of virus free hop plants. Med Fac Landbouw Rijksuniv Gent., 48, 877–881.
  37. Vine, S. J., & Jones, O. P. (1969). The culture of shoot tips of hop (Humulus lupulus L.) to eliminate viruses. Journal of Horticultural Science, 44, 281–284.
  38. Gippert, R., Schmidt, H. E., & Schmelzer, K. (1974). Einige Ergebnisse mit Spitzenmeristemkulturen bei Hopfen (Humulus lupulus L.). Archives of Phytopathology and Plant Protection, 10, 7–13. doi: 10.1080/03235407409431096
  39. Kubo, S., Kagami, Y., & Nonaka, K. (1975). Culture of stem tips of the hop and elimination of virus symptoms. Reports of the Research Laboratories Kirin Brewing, 18, 55–62.
  40. Probasco, G., & Winslow, S. (1986). The use of shoot-tip culture to eliminate viruses from hop varieties grown in the United States. MBAA Technical Quarterly, 23, 26–31.
  41. Svoboda, P. (1991). Clonal propagation hops in vitro. Plant Soil and Environment, 37(1), 643–648. Retrieved from https://www.researchgate.net/publication/266203478_Clonal_propagation%20_hop_in%20_vitro
  42. Svoboda, P. (1992). Cultivation of isolated hop tops (Humulus Lupulus L.) in vitro. Rostlinna Vyroba, 38(6), 523–528.
  43. Svoboda, P. (1992). Hop callus culture. Plant Soil and Environment, 38(1), 961–965. Retrieved from https://www.researchgate.net/publication/266478135_Hop_callus_culture
  44. Svoboda, P. (1992). Hop explantate cultures. Plant, Soil and Environment, 38(1), 107–112. Retrieved from https://www.researchgate.net/publication/264533679_Hop_explantate_cultures
  45. Svoboda, P. (1988). Hormonal regulation of the growth of isolated apical meristems of hop (Humulus lupulus L.) in vitro. Plant, Production Science, 34(1), 713–716. Retrieved from https://eurekamag.com/research/001/609/001609292.php
  46. Svoboda, P. (1995). The effect of some regulators on the growth of isolated top meristems of hops (Humulus lupulus L.) in vitro culture. Plant, Soil and Environment, 41(1), 379–381. Retrieved from https://www.researchgate.net/publication/264234734_the_effect_of_some_regulators_on_the_grow_th_of_isolated_top_meristems_of_hops_humulus-lupulus_l_in_in-vitro_culture
  47. Farago, J., & Nestakova, M. (1998). Cultivation of meristems in vitro culture and production of virus-free stock plants in hop (Humulus lupulus L.). Novas descobertas da genética e da criação de plantas agrícolas, 4, 29–31.
  48. Kovalev, V. B., Kozlik, T. I., Protsenko, L. V., Bober, A. V., & Kormiltsev, B. F. (2020). Extending and maintaining the in vitro collection of (inter)national hop varieties in Ukraine. Agricultural Science and Practice, 7(3), 61–70. doi: 10.15407/agrisp7.03.061
  49. Batista, D., Sousa, M. J., & Pais, M. S. (1996). Plant regeneration from stem and petiole-derived callus of Humulus lupulus L. (Hop) clone Bragança and var. Brewer's Gold. In Vitro Cellular & Developmental Biology. Plant, 32(1), 37–41. doi: 10.1007/BF02823011
  50. Batista, D., Ascensão, L., Sousa, J. M., & Pais, M. S. (1999). Adventitious shoot mass production of hop (Humulus lupulus L.) var. Eroica in liquid medium from organogenic nodule cultures. Plant Science, 151(1), 47–57. doi: 10.1016/S0168-9452(99)00196-X
  51. Gurriarán, M., Revill, M., & Tamés, R. (1999). Adventitious shoot regeneration in cultures of Humulus lupulus L. (hop) cvs. Brewers Gold and Nugget. Plant Cell Reports, 18(1), 1007–1011. doi: 10.1007/s002990050699
  52. Clapa, D., & Hârta, M. (2021). Establishment of an Efficient Micropropagation System for Humulus lupulus L. Cv. Cascade and confirmation of genetic uniformity of the regenerated plants through DNA markers. Agronomy, 11, 2268. doi: 10.3390/agronomy11112268
  53. De-Souza, R., Adams, C. R., De-Melo, R. C., Guidolin, A. F., Michel, A., & Coimbra, J. L. M. (2021). Growth regulators and their reflection on different hop genotypes cultivated under in vitro conditions. Brazilian Journal of Biology, 82, e242596. doi: 10.1590/1519-6984.242596
  54. Mafakheri, M., & Hamidoghli, Y. Micropropagation of hop (Humulus lupulus L.) via shoot tip and nodal culture. In ISHS Acta Horticulturae 1236: IV International Humulus Symposium (pp. 31–35). doi: 10.17660/ActaHortic.2019.1236.5
  55. Hirakawa, T., & Tanno S. (2022). In vitro propagation of Humulus lupulus through the induction of axillary bud development. Plants, 11, 1066. doi: 10.3390/plants11081066

##submission.downloads##

Опубліковано

2025-08-22

Номер

№ 3 (2025)

Розділ

Статті

Ліцензія

  1. Автори залишають за собою право на авторство своєї роботи та передають журналу право першої публікації цієї роботи на умовах ліцензії Creative Commons Attribution License, котра дозволяє іншим особам вільно розповсюджувати опубліковану роботу з обов'язковим посиланням на авторів оригінальної роботи та першу публікацію роботи у цьому журналі.
  2. Автори мають право укладати самостійні додаткові угоди щодо неексклюзивного розповсюдження роботи у тому вигляді, в якому вона була опублікована цим журналом (наприклад, розміщувати роботу в електронному сховищі установи або публікувати у складі монографії), за умови збереження посилання на першу публікацію роботи у цьому журналі.
  3. Політика журналу дозволяє і заохочує розміщення авторами в мережі Інтернет (наприклад, у сховищах установ або на особистих веб-сайтах) рукопису роботи, як до подання цього рукопису до редакції, так і під час його редакційного опрацювання, оскільки це сприяє виникненню продуктивної наукової дискусії та позитивно позначається на оперативності та динаміці цитування опублікованої роботи (див. The Effect of Open Access).